- Nauczyciel: Rafał Piątek
- Nauczyciel: Marta Wanarska
- Nauczyciel: Rafał Piątek

This is an on-line training course developed in BAPR - Baltic Phytoremediation project, co-financed by Interreg South Baltic Programme 2014 - 2020.
Here, You can learn about the basics and potential of phytoremediation to clean soil and see the real-life applications of this technology.
In order to be enrolled to this course, you’ll need to create a local account with the user ID provided.
When your account is generated, you will receive an email with new account requested at 'eNauczanie' using your email address.
Please feel free to contact us for any questions or requirements:
- Nauczyciel: Andrzej Rogala
- Nauczyciel: Piotr Rybarczyk
- Nauczyciel: Rafał Piątek
- Nauczyciel: Marta Wanarska
- Nauczyciel: Elżbieta Luboch
- Nauczyciel: MARIUSZ Szkoda
- Nauczyciel: PAULINA Szulc
- Nauczyciel: Marek Tobiszewski
- Nauczyciel: Robert Tylingo
- Nauczyciel: Ewa Wagner-Wysiecka
- Nauczyciel: JOANNA Grabowska
- Nauczyciel: Michał Jurkowski
- Nauczyciel: BARTOSZ Nowosielski
- Nauczyciel: Michał Olewniczak
- Nauczyciel: Dorota Warmińska

Baltic Smart Asset Management is an international project co-financed by the funds from Interreg South Baltic Programme 2014-2020.
The aim of the project is to develop methods, transnational collaboration processes and knowledge about Smart Asset Management (SAM) for District Heating (DH) sector.
The training module will help to spread the professional knowledge on new solutions and applications of SAM methods to promote data-driven predictive maintanance of DH networks.
In order to be enrolled to this course, you’ll need to create a local account with the user ID provided.
When your account is generated, you will receive an email with new account requested at 'eNauczanie' using your email address.
Please feel free to contact us for any questions or requirements:
- Nauczyciel: Andrzej Rogala
- Nauczyciel: Piotr Rybarczyk
- Nauczyciel: Rob Duchateau
- Nauczyciel: Lidia Jasińska-Walc

Kurs e-Nauczania dla studentów kierunku Biotechnologia Leków, II stopień, semestr 1 i 2. Kurs zawiera linki do wykładów online, a także skrypty w postaci plików .pdf oraz .pptx. Materiały pojawiają się w regularnych odstępach czasu, o czym Studenci będą informowani drogą mailową.
- Nauczyciel: Paweł Szczeblewski
- Nauczyciel: Piotr Szweda

nazwa przedmiotu: Filozofia
- tryb studiów - stacjonarne
- stopień studiów - I stopnia - inżynierskie
- kierunek studiów: Technologia chemiczna
- Nauczyciel: Przemysław Parszutowicz

nazwa przedmiotu: Filozofia
- tryb studiów - stacjonarne
- stopień studiów - I stopnia - inżynierskie
- kierunek studiów: Biotechnologia(WCh)
- Nauczyciel: Przemysław Parszutowicz
Kurs dotyczy zagadnień inżynierii materiałowej, elektrochemii, fizykochemii nanotechnologii materiałów stosowanych w budowaniu urządzeń elektrochemicznych do magazynowania i konwersji energii w urządzeniach. Prowadzony jest w języku angielskim.
- Nauczyciel: Anna Lisowska-Oleksiak
- Nauczyciel: Andrzej Nowak
Wykład przeznaczony dla studentów kierunku IBM II st.
Prowadzący prof. dr hab.inż. Anna Lisowska-OLeksiak
- Nauczyciel: Anna Lisowska-Oleksiak
- Nauczyciel: MARIUSZ Szkoda
- Nauczyciel: Zuzanna Zarach
Kierunek: Inżynieria Materiałowa (Studia II Stopnia - Semestr II)
Specjalność: Inżynieria Materiałów Polimerowych
Rok Akademicki: 2021/2022
WYKŁAD: prof. dr hab. inż. Janusz Datta - E-MAIL: janusz.datta@pg.edu.pl
LABORATORIUM: dr inż. Marcin Włoch - E-MAIL: marcin.wloch@pg.edu.pl
- Nauczyciel: Janusz Datta
- Nauczyciel: Ewa Głowińska
- Nauczyciel: PAULINA Kosmela
- Nauczyciel: PAULINA Parcheta-Szwindowska
- Nauczyciel: Łukasz Piszczyk
- Nauczyciel: Marcin Włoch
- Nauczyciel: Łukasz Zedler
Specjalność: Biotechnologia molekularna (WCh), II stopnia, stacjonarne
Prowadzący wykład: dr hab. Beata Krawczyk, prof. uczelni - forma stacjonarna
Prowadzący laboratoria: mgr inż. Bartosz Ostrowski - zajęcia stacjonarne na PG, sala 17 WCH C.
Kontakt: (58) 347-23-83
Beata Krawczyk (wykłady): e-mail: beata.krawczyk@pg.edu.pl; WCH B; p.218;
Bartosz Ostrowski, WCH B, p.218 tel. (58) 347-13-83
Konsultacje: stacjonarnie we wtorki po uprzednium umówieniu sie droga e-mailową. Konsultacje z laboratoriów do uzgodnienia z prowadzącym.
Opis kursu
Kurs dotyczy technik amplifikacji kwasów nukleinowych, zarówno tych związanych z amplifikacją matrycy, jak i tych stosowanych w amplifikacji sygnału czy sondy. Poza metodyką związaną z praktycznym stosowaniem różnych metod, omówione zostaną przykłady zastosowań różnych technik.
Laboratoria według planu zajęć
Zasady zaliczenia przedmiotu:
WYKŁAD
- obecność obowiązkowa (dozwolona 1 nieobecność na zajęciach), w przypadku dluższej nieobecności wymagane zwolnienie lekarskie
- zaliczenie wykładu w formie testu (stacjonarnie)
- próg zaliczenia dla wykładu - 60%
- wykład stanowi 50% składowej oceny końcowej
LABORATORIA
- obecność na laboratoriach jest obowiązkowa (jednanieobecność dozwolona)
- sprawozdania (forma do ustalenia z prowadzącym)
- próg zaliczenia dla laboratorium - 60%
- laboratoria stanowią 50% składowej oceny końcowej przedmiotu
Szczegółowy program
Wykłady: Dodatnie strony testów opartych o kwasy nukleinowe (NAT). Metody amplifikacji targetu. Organizacja laboratorium amplifikacji kwasów nukleinowych Historia techniki PCR. Zasada działania (pracy) PCR, kinetyka reakcji, pierwsze kroki w nastawianiu PCR, analiza produktów amplifikacji. Podstawy PCR – reagenty i urządzenia do PCR (termocyklery): matryce do PCR (kwasy nukleinowe), odczynniki (dNTP, Mg2+), bufory do PCR –skład, startery oligonukleotydowe, polimerazy do PCR (właściwości). Przygotowanie matrycy do PCR i inhibitory. Optymalizacja PCR. Rozwiązywanie problemów, substancje wpływające na efektywność PCR: inhibicja i wzmacnianie. HOT-start PCR. Touchdown PCR. Strony dodatnie stosowania PCR i ograniczenia (problemy z kontaminacją, zwalczanie i zapobieganie, kontrole w reakcji PCR). Poprawa specyficzności reakcji PCR. Wewnętrzny (zagnieżdżony) PCR (nested PCR) podnosi czułość reakcji. Złożony PCR (multiplex PCR). Asymetryczny PCR w przygotowywaniu ssDNA do sekwencjonowania. Analiza ekspresji genów w wykorzystaniem RT-PCR, semi-ilościowy i ilościowy PCR. Kompetytywny PCR. Allelo-specyficzna amplifikacja (ASA). Szybka amplifikacja końców cDNA (RACE). Metoda T-RFLP do badania mikroorganizmów środowiskowych. Podstawy Real-time PCR. Genotypowanie z zastosowaniem RAPD (przypadkowe amplifikowanie polimorficznego DNA). Metody oparte o ligację adaptorów oligonukleotydowych i PCR (LM PCR). Technika LAMP. Zróżnicowana liczba tandemowych powtórzeń w badaniach tożsamości. Zastosowanie PCR w diagnostyce molekularnej Alternatywne techniki amplifikacji kwasów nukleinowych (NASBA, TMA, SDA, MDA, OLA). Zastosowanie polimerazy Phi29. Metody amplifikacji sygnału (bDNA, hybryd capture assay) i metody amplifikacji sondy.
Laboratoria: Strategia optymalizacji reakcji PCR: optymalizacja temperatury przyłączania starterów, stężenia DNA - badanie czułości reakcji, optymalizacja dNTP i Mg2+, składu buforu do PCR. Badanie substancji wpływających na PCR: inhibitory i wzmacniacze. Inhibicja pochodząca od odczynników podczas izolacji DNA (proteinaza, fenol, SDS, EDTA, materiał biologiczny-krew). Efekt inhibicji określonego stężenia SDS na aktywność polimerazy i znoszenie działania hamującego SDS przez Tween20. Ocena efektywności działania wzmacniaczy (podnoszenie wydajności PCR z użyciem odpowiedniego panelu wzmacniaczy) Multiplex PCR - wykrywanie dwóch różnych regionów genomu w jednej probówce - optymalizacja.
- Nauczyciel: Beata Krawczyk
Specjalność: Biotechnologia molekularna (WCh), II stopnia, stacjonarne
Prowadzący wykład: dr hab. Beata Krawczyk, prof. uczelni - stacjonarnie na uczelni
Prowadzący laboratoria: mgr inż. Magdalena Fordon - zajęcia stacjonarne na PG, sala 17 WCH C.
Kontakt: (58) 347-23-83
Beata Krawczyk (wykłady): e-mail: beata.krawczyk@pg.edu.pl; WCH B; p.218;
Magdalena Fordon (laboratoria): magda.fordon@gmail.com; WCH B; p.218
Konsultacje: stacjonarnie w piątki o godzinie 12 - wykład; Konsultacje z laboratoriów - poniedziałek o godzinie 12.
Opis kursu
Kurs dotyczy technik amplifikacji kwasów nukleinowych, zarówno tych związanych z amplifikacją matrycy, jak i tych stosowanych w amplifikacji sygnału czy sondy. Poza metodyką związaną z praktycznym stosowaniem różnych metod, omówione zostaną przykłady zastosowań różnych technik.
Zasady zaliczenia przedmiotu:
WYKŁAD
- wykład w postaci webinariów, obecność obowiązkowa (dozwolona 1 nieobecność na zajęciach)
- zaliczenie wykładu w formie quizu
- próg zaliczenia dla wykładu - 60%
- wykład stanowi 50% składowej oceny końcowej
LABORATORIA
- obecność na laboratoriach jest obowiązkowa
- sprawozdania (forma do ustalenia z prowadzącym) oraz zadanie
- próg zaliczenia dla laboratorium - 60%
- laboratoria stanowią 50% składowej oceny końcowej przedmiotu
Szczegółowy program
Wykłady: Dodatnie strony testów opartych o kwasy nukleinowe (NAT). Metody amplifikacji targetu. Organizacja laboratorium amplifikacji kwasów nukleinowych Historia techniki PCR. Zasada działania (pracy) PCR, kinetyka reakcji, pierwsze kroki w nastawianiu PCR, analiza produktów amplifikacji. Podstawy PCR – reagenty i urządzenia do PCR (termocyklery): matryce do PCR (kwasy nukleinowe), odczynniki (dNTP, Mg2+), bufory do PCR –skład, startery oligonukleotydowe, polimerazy do PCR (właściwości). Przygotowanie matrycy do PCR i inhibitory. Optymalizacja PCR. Rozwiązywanie problemów, substancje wpływające na efektywność PCR: inhibicja i wzmacnianie. HOT-start PCR. Touchdown PCR. Strony dodatnie stosowania PCR i ograniczenia (problemy z kontaminacją, zwalczanie i zapobieganie, kontrole w reakcji PCR). Poprawa specyficzności reakcji PCR. Wewnętrzny (zagnieżdżony) PCR (nested PCR) podnosi czułość reakcji. Złożony PCR (multiplex PCR). Asymetryczny PCR w przygotowywaniu ssDNA do sekwencjonowania. Analiza ekspresji genów w wykorzystaniem RT-PCR, semi-ilościowy i ilościowy PCR. Kompetytywny PCR. Allelo-specyficzna amplifikacja (ASA). Szybka amplifikacja końców cDNA (RACE). Metoda T-RFLP do badania mikroorganizmów środowiskowych. Podstawy Real-time PCR. Genotypowanie z zastosowaniem RAPD (przypadkowe amplifikowanie polimorficznego DNA). Metody oparte o ligację adaptorów oligonukleotydowych i PCR (LM PCR). Technika LAMP. Zróżnicowana liczba tandemowych powtórzeń w badaniach tożsamości. Zastosowanie PCR w diagnostyce molekularnej Alternatywne techniki amplifikacji kwasów nukleinowych (NASBA, TMA, SDA, MDA, OLA). Zastosowanie polimerazy Phi29. Metody amplifikacji sygnału (bDNA, hybryd capture assay) i metody amplifikacji sondy.
Laboratoria: Strategia optymalizacji reakcji PCR: optymalizacja temperatury przyłączania starterów, stężenia DNA - badanie czułości reakcji, optymalizacja dNTP i Mg2+, składu buforu do PCR. Badanie substancji wpływających na PCR: inhibitory i wzmacniacze. Inhibicja pochodząca od odczynników podczas izolacji DNA (proteinaza, fenol, SDS, EDTA, materiał biologiczny-krew). Efekt inhibicji określonego stężenia SDS na aktywność polimerazy i znoszenie działania hamującego SDS przez Tween20. Ocena efektywności działania wzmacniaczy (podnoszenie wydajności PCR z użyciem odpowiedniego panelu wzmacniaczy) Multiplex PCR - wykrywanie dwóch różnych regionów genomu w jednej probówce - optymalizacja.
- Nauczyciel: MAGDALENA Burzyńska
- Nauczyciel: Beata Krawczyk