eNauczanie: All courses

Techniki amplifikacji kwasów nukleinowych -2022-2023

Specjalność: Biotechnologia molekularna (WCh), II stopnia, stacjonarne

Prowadzący wykład: dr hab. Beata Krawczyk, prof. uczelni - forma stacjonarna

Prowadzący laboratoria: mgr inż. Bartosz Ostrowski - zajęcia stacjonarne na PG, sala 17 WCH C.

Kontakt: (58) 347-23-83

Beata Krawczyk (wykłady): e-mail: beata.krawczyk@pg.edu.pl; WCH B; p.218;

Bartosz Ostrowski, WCH B, p.218 tel. (58) 347-13-83

Konsultacje: stacjonarnie we wtorki po uprzednium umówieniu sie droga e-mailową. Konsultacje z laboratoriów do uzgodnienia z prowadzącym.

Opis kursu

Kurs dotyczy technik amplifikacji kwasów nukleinowych, zarówno tych związanych z amplifikacją matrycy, jak i tych stosowanych w amplifikacji sygnału czy sondy. Poza metodyką związaną z praktycznym stosowaniem różnych metod, omówione zostaną przykłady zastosowań różnych technik.

Laboratoria według planu zajęć

Zasady zaliczenia przedmiotu:

WYKŁAD

obecność obowiązkowa (dozwolona 1 nieobecność na zajęciach), w przypadku dluższej nieobecności wymagane zwolnienie lekarskie
zaliczenie wykładu w formie testu (stacjonarnie)
próg zaliczenia dla wykładu - 60%
wykład stanowi 50% składowej oceny końcowej

LABORATORIA

obecność na laboratoriach jest obowiązkowa (jednanieobecność dozwolona)
sprawozdania (forma do ustalenia z prowadzącym)
próg zaliczenia dla laboratorium - 60%
laboratoria stanowią 50% składowej oceny końcowej przedmiotu

Szczegółowy program

Wykłady: Dodatnie strony testów opartych o kwasy nukleinowe (NAT). Metody amplifikacji targetu. Organizacja laboratorium amplifikacji kwasów nukleinowych Historia techniki PCR. Zasada działania (pracy) PCR, kinetyka reakcji, pierwsze kroki w nastawianiu PCR, analiza produktów amplifikacji. Podstawy PCR – reagenty i urządzenia do PCR (termocyklery): matryce do PCR (kwasy nukleinowe), odczynniki (dNTP, Mg2+), bufory do PCR –skład, startery oligonukleotydowe, polimerazy do PCR (właściwości). Przygotowanie matrycy do PCR i inhibitory. Optymalizacja PCR. Rozwiązywanie problemów, substancje wpływające na efektywność PCR: inhibicja i wzmacnianie. HOT-start PCR. Touchdown PCR. Strony dodatnie stosowania PCR i ograniczenia (problemy z kontaminacją, zwalczanie i zapobieganie, kontrole w reakcji PCR). Poprawa specyficzności reakcji PCR. Wewnętrzny (zagnieżdżony) PCR (nested PCR) podnosi czułość reakcji. Złożony PCR (multiplex PCR). Asymetryczny PCR w przygotowywaniu ssDNA do sekwencjonowania. Analiza ekspresji genów w wykorzystaniem RT-PCR, semi-ilościowy i ilościowy PCR. Kompetytywny PCR. Allelo-specyficzna amplifikacja (ASA). Szybka amplifikacja końców cDNA (RACE). Metoda T-RFLP do badania mikroorganizmów środowiskowych. Podstawy Real-time PCR. Genotypowanie z zastosowaniem RAPD (przypadkowe amplifikowanie polimorficznego DNA). Metody oparte o ligację adaptorów oligonukleotydowych i PCR (LM PCR). Technika LAMP. Zróżnicowana liczba tandemowych powtórzeń w badaniach tożsamości. Zastosowanie PCR w diagnostyce molekularnej Alternatywne techniki amplifikacji kwasów nukleinowych (NASBA, TMA, SDA, MDA, OLA). Zastosowanie polimerazy Phi29. Metody amplifikacji sygnału (bDNA, hybryd capture assay) i metody amplifikacji sondy.

Laboratoria: Strategia optymalizacji reakcji PCR: optymalizacja temperatury przyłączania starterów, stężenia DNA - badanie czułości reakcji, optymalizacja dNTP i Mg²⁺, składu buforu do PCR. Badanie substancji wpływających na PCR: inhibitory i wzmacniacze. Inhibicja pochodząca od odczynników podczas izolacji DNA (proteinaza, fenol, SDS, EDTA, materiał biologiczny-krew). Efekt inhibicji określonego stężenia SDS na aktywność polimerazy i znoszenie działania hamującego SDS przez Tween20. Ocena efektywności działania wzmacniaczy (podnoszenie wydajności PCR z użyciem odpowiedniego panelu wzmacniaczy) Multiplex PCR - wykrywanie dwóch różnych regionów genomu w jednej probówce - optymalizacja.

Teacher: Beata Krawczyk

Techniki amplifikacji kwasów nukleinowych -2021-2022

Specjalność: Biotechnologia molekularna (WCh), II stopnia, stacjonarne

Prowadzący wykład: dr hab. Beata Krawczyk, prof. uczelni - stacjonarnie na uczelni

Prowadzący laboratoria: mgr inż. Magdalena Fordon - zajęcia stacjonarne na PG, sala 17 WCH C.

Kontakt: (58) 347-23-83

Beata Krawczyk (wykłady): e-mail: beata.krawczyk@pg.edu.pl; WCH B; p.218;

Magdalena Fordon (laboratoria): magda.fordon@gmail.com; WCH B; p.218

Konsultacje: stacjonarnie w piątki o godzinie 12 - wykład; Konsultacje z laboratoriów - poniedziałek o godzinie 12.

Opis kursu

Kurs dotyczy technik amplifikacji kwasów nukleinowych, zarówno tych związanych z amplifikacją matrycy, jak i tych stosowanych w amplifikacji sygnału czy sondy. Poza metodyką związaną z praktycznym stosowaniem różnych metod, omówione zostaną przykłady zastosowań różnych technik.

Zasady zaliczenia przedmiotu:

WYKŁAD

wykład w postaci webinariów, obecność obowiązkowa (dozwolona 1 nieobecność na zajęciach)
zaliczenie wykładu w formie quizu
próg zaliczenia dla wykładu - 60%
wykład stanowi 50% składowej oceny końcowej

LABORATORIA

obecność na laboratoriach jest obowiązkowa
sprawozdania (forma do ustalenia z prowadzącym) oraz zadanie
próg zaliczenia dla laboratorium - 60%
laboratoria stanowią 50% składowej oceny końcowej przedmiotu

Szczegółowy program

Wykłady: Dodatnie strony testów opartych o kwasy nukleinowe (NAT). Metody amplifikacji targetu. Organizacja laboratorium amplifikacji kwasów nukleinowych Historia techniki PCR. Zasada działania (pracy) PCR, kinetyka reakcji, pierwsze kroki w nastawianiu PCR, analiza produktów amplifikacji. Podstawy PCR – reagenty i urządzenia do PCR (termocyklery): matryce do PCR (kwasy nukleinowe), odczynniki (dNTP, Mg2+), bufory do PCR –skład, startery oligonukleotydowe, polimerazy do PCR (właściwości). Przygotowanie matrycy do PCR i inhibitory. Optymalizacja PCR. Rozwiązywanie problemów, substancje wpływające na efektywność PCR: inhibicja i wzmacnianie. HOT-start PCR. Touchdown PCR. Strony dodatnie stosowania PCR i ograniczenia (problemy z kontaminacją, zwalczanie i zapobieganie, kontrole w reakcji PCR). Poprawa specyficzności reakcji PCR. Wewnętrzny (zagnieżdżony) PCR (nested PCR) podnosi czułość reakcji. Złożony PCR (multiplex PCR). Asymetryczny PCR w przygotowywaniu ssDNA do sekwencjonowania. Analiza ekspresji genów w wykorzystaniem RT-PCR, semi-ilościowy i ilościowy PCR. Kompetytywny PCR. Allelo-specyficzna amplifikacja (ASA). Szybka amplifikacja końców cDNA (RACE). Metoda T-RFLP do badania mikroorganizmów środowiskowych. Podstawy Real-time PCR. Genotypowanie z zastosowaniem RAPD (przypadkowe amplifikowanie polimorficznego DNA). Metody oparte o ligację adaptorów oligonukleotydowych i PCR (LM PCR). Technika LAMP. Zróżnicowana liczba tandemowych powtórzeń w badaniach tożsamości. Zastosowanie PCR w diagnostyce molekularnej Alternatywne techniki amplifikacji kwasów nukleinowych (NASBA, TMA, SDA, MDA, OLA). Zastosowanie polimerazy Phi29. Metody amplifikacji sygnału (bDNA, hybryd capture assay) i metody amplifikacji sondy.

Laboratoria: Strategia optymalizacji reakcji PCR: optymalizacja temperatury przyłączania starterów, stężenia DNA - badanie czułości reakcji, optymalizacja dNTP i Mg²⁺, składu buforu do PCR. Badanie substancji wpływających na PCR: inhibitory i wzmacniacze. Inhibicja pochodząca od odczynników podczas izolacji DNA (proteinaza, fenol, SDS, EDTA, materiał biologiczny-krew). Efekt inhibicji określonego stężenia SDS na aktywność polimerazy i znoszenie działania hamującego SDS przez Tween20. Ocena efektywności działania wzmacniaczy (podnoszenie wydajności PCR z użyciem odpowiedniego panelu wzmacniaczy) Multiplex PCR - wykrywanie dwóch różnych regionów genomu w jednej probówce - optymalizacja.

Teacher: MAGDALENA Burzyńska
Teacher: Beata Krawczyk

Mikrobiologia II - 2021-22

Wykład przeznaczony dla: Specjalność: Biotechnologia molekularna (WCh), I stopnia - inżynierskie, stacjonarne, Rok: 4, semestr: 7

Prowadzący:

dr hab. Beata Krawczyk, prof. uczelni (Bud. CHB, p.218); współprowadzenie mgr inż. Bartosz Ostrowski

Przedmiot jest prowadzony w formie stacjonarnej (s.27; CHA), laboratoria będą prowadzone metodą tradycyjną na PG (sala 17, WCH C).

kontakt z prowadzącym e-kurs: tel. 58 347-23-83; e-mail: beata.krawczyk@pg.edu.pl; konsultacje - piątek o godzinie 12, CHB (stacjonarnie), p.218;

Konsultacje w formie spotkania on-line - po uprzednim uzgodnieniu drogą e-mailową z prowadzącym zajęcia

Elementy komunikacyjne: forum, ogłoszenia na stronie e-nauczania, na danym przedmiocie oraz w trakcie zajęć laboratoryjnych, stacjonarnych

Zasady zaliczenia zajęć: próg zaliczenia dla przedmioty 60%;

Części składowe przedmiotu:

50% - wykład - próg zaliczenia 60% - w formie quizu na koniec wykładów; obecność na wykładach obowiązkowa (dozwolone 2 nieobecności)

50% - laboratoria - próg zaliczenia 60% - sprawozdania za 10 pkt każde (dozwolona 1 nieobecność)

na e-kursie będą publikowane kolejne moduły tematyczne zawierające:

wiedzę teoretyczną (prezentacje wykładów w formie PDF)
odnośniki do materiałów pomocniczych odpowiadających wykładom i ćwiczeniom laboratoryjnym
zadania do wykonania dla studentów - sprawozdania z określonym terminem oddania

Studenci mają obowiązek regularnie zapoznawać się z materiałami dydaktycznymi oraz wykonać zamieszczone zadania oraz wziąć udział w webinariach.

W połowie realizacji e-kursu oraz na jego zakończenie zostanie zamieszczona ankieta ewaluacyjna, którą należy wypełnić.

Tematyka wykładów:

Taksonomia i klasyfikacja mikroorganizmów

Nomenklatura bakterii
Klasyfikacja sztuczna i naturalna

Diagnostyka mikrobiologiczna oparta o cechy fenotypowe.

Problemy wynikające ze stosowania metod fenotypowych w diagnostyce.
Czy wszystkie drobnoustroje możemy hodować?
Biofilmy jako zorganizowane społeczności bakterii.

Współczesna systematyka bakterii.

Pojęcie gatunku bakteryjnego
Metody badawcze – taksonomia molekularna

Ewolucja genomu bakteryjnego

Z czego wynika zmienność ewolucyjna genomów?
Rekombinacja genetyczna u podstaw ewolucji

Charakterystyka archeonów

Przystosowanie archeonów do ekstremalnych warunków życia

Wzajemne stosunki między bakteriami, między bakteriami i bezkręgowcami, bakteriami i roślinami oraz między bakteriami i zwierzętami;

Patogeneza

Mechanizmy ograniczające rozwój zakażenia;
Rola toksyn w patogenezie.
Budowa i mechanizm działania egzotoksyn i endotoksyn.

Komensalna mikrobiota człowieka.

Patogeny układu pokarmowego, wydalniczego i oddechowego.

Laboratorium: Pozyskiwanie czystych kultur bakteryjnych z hodowli mieszanych. Kolumna Winogradskiego; Bakteriologiczne badanie wody środowiskowej. Identyfikacja nieznanej bakterii - studia morfologiczne i charakterystyka fizjologiczna (testy utleniania i fermentacji, reakcje hydrolityczne, testy biochemiczna) Gram ujemne patogeny jelitowe - API 20E, testy tubowe); Paciorkowce - charakterystyka biochemiczna; Gronkowce - izolacja i identyfikacja.

Kinetyka i kataliza - 2021/2022

Kierunek - Chemia, semestr 5. Zadania, testy sprawdzające wiedzę, teoria dotycząca kinetyki reakcji chemicznych jak i zjawisk fizycznych towarzyszącym procesom katalitycznym.

Teacher: Joanna Krakowiak